شناسایی بیوتیپهای Lolium rigidum gaudمقاوم به علفکش کلودینافوپ‌پروپارژیل در مزارع گندم استان گلستان

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری زراعت، گروه زراعت، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، ایران،

2 استاد، گروه زراعت، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، ایران،

3 استاد، موسسه تحقیقات گیاهپزشکی کشور/ سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی. ایران

4 محقق، مرکز تحقیقات علمی و فناوری اکسترمادورا، باداخوز، اسپانیا

5 پروفسور، گروه شیمی کشاورزی، دانشگاه کوردوبا، کوردوبا، اسپانیا،

چکیده

سابقه و هدف:
تشخیص مقاومت به یک علف‌کش در یک توده مشکوک به مقاومت، نیاز به یک سری آزمایش دارد که قادر به نشان دادن واکنش توده‌ها به دزهای مختلف علف‌کش است. ارزیابی زیستی کل گیاه در گلدان تقریباً 2 ماه طول می‌کشد. در نتیجه، آزمون سریع برای تسریع روند توسعه داده شد. اگرچه تعیین غلظت تفکیک کننده و همچنین انجام آزمایش سریع وارزیابی زیستی در گلدان برای برخی از بازدارنده های ACCase توسط محققان مختلف انجام شده است، اما هیچ گزارشی در این زمینه برای علف‌کش کلودینافوپ‌پروپارژیل روی چچم در مزارع گندم استان گلستان در دسترس نیست. بنابراین مطالعه زیر با هدف تشخیص مقاومت به علف کش مذکور در این علف‌هرز در استان گلستان انجام شد.
مواد و روش:
آزمایش ها با استفاده از 30 توده بذر چچم Lolium rigidum gaud.)) مشکوک به مقاومت و یک بیوتیپ حساس جمع آوری شده از مزارع گندم استان گلستان در سال 1398 انجام شد. آزمایش سریع در پتری دیش‌ها در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار که هر پتری دیش یک تکرار در نظر گرفته شد. برای تعیین غلظت تفکیک‌کننده، غلظت‌های مختلف از کلودینافوپ‌پروپارژیل بر‌روی توده حساس اعمال شد و سپس تمام توده‌های فرضی با استفاده از این غلظت غربال‌گری شدند. بیوتیپ‌های علف‌هرز مورد مطالعه برای تعیین فاکتور مقاومت در معرض دوزهای مختلف علف‌کش در زیست‌سنجی پتری دیش قرار گرفتند همچنین آزمایشی دیگر در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار برای غربالگری توده های احتمالی در گلخانه انجام شد. توده هایی که بقا و وزن خشک خود را به ترتیب 50 و 80 درصد نسبت به شاهدسمپاشی نشده حفظ کردند انتخاب شدند. یک سنجش زیستی دز-پاسخ گیاه کامل نیز به طور جداگانه برای هر بیوتیپ انجام شد. هنگام نمونه‌برداری، مختصات جغرافیایی مناطق آلوده با استفاده از دستگاه GPS Map60 ثبت گردید ونقشه پراکنش علف های هرز با استفاده از نرم افزار ArcGIS تهیه گردید.
یافته‌ها:
غلظت تفکیک کلودینافوپ‌پروپارژیل برای چچم 0196/0 میلی‌گرم ماده موثره بر لیتر به دست آمد. با توجه به نتایج، 25 مورد از 30 توده مقاوم تشخیص داده شدند و در پتری دیش ها مورد سنجش غلظت پاسخ قرار گرفتند . فاکتور مقاومت بیوتیپ ها در آزمایش سریع از20/1756تا 75/38 متغیر بود. بر اساس نتایج گلخانه، 25توده مقاوم با فاکتورهای مقاومتی 05/24 تا 58/11 شناسایی شدند همچنین، همبستگی بالای بین درجه مقاومت به دست آمده از روش گلخانه‌ای و آزمایشگاهی مشاهده شد(93%). بررسی نقشه پراکنش بیوتیپ‌های مقاوم حاکی از پراکنش غیر یکنواخت این بیوتیپ‌ها در سطح مزارع گندم استان گلستان بود و بیوتیپ‌های مقاوم و حساس به ترتیب اغلب در غرب و شرق استان مشاهده شدند.
نتیجه گیری:
توده‌های مشکوک چچم جمع‌آوری‌شده از منطقه ممکن است با استفاده از غلظت 0196/0 میلی‌گرم ماده موثره در لیترغربال‌گری شوند و بیوتیپ‌های مقاوم در مقایسه با سنجش‌های گلخانه‌ای سریع‌تر شناسایی شوند همچنین، نتایج آزمایش سریع مطابق با نتایج آزمایش کل گیاه در گلدان است. با توجه به گسترش سریع پدیده مقاومت در برابر علف کش ها، تشخیص سریع مقاومت ضروری است بنابراین، استفاده از روش هایی مانند تست سریع ممکن است بسیار کاربردی باشد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Identification of Lolium rigidum gaud. biotypes resistant to the clodinafop propargyl herbicide in wheat fields of Golestan province

نویسندگان [English]

  • َAli Tavasoli 1
  • Javid Gherekhloo 2
  • Farshid Ghaderi-Far 2
  • Eskandar Zand 3
  • Maria D Osuna 4
  • Rafael De Prado 5
1 PhD student of Agronomy, Department of Agronomy, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Iran.
2 Agronomy department, Plant Production faculty, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran
3 Professor, Iranian Plant Research Institute / Agricultural Research, Education and Extension Organization.Iran.
4 Researcher, Center for Scientific and Technological Research of Extremadura (CICYTEX), Badajoz, Spain.
5 Professor ,Department of Agricultural Chemistry University of Córdoba, Spain.
چکیده [English]

Background and Objectives
Detection of resistance to an herbicide in a putatively resistant accession requires a series of experiments which are capable of illustrating the response of the accession to various herbicide doses. Whole plant bioassay in pots usually takes approx. 2 months to obtain the results, thus, rapid tests were developed to accelerate the process. Although determination of discriminating concentration as well as conduction of rapid test for some ACCase inhibitors has been performed by various researchers, no reports are available in this regard for in clodinafop propargyl herbicide in rigid ryegrass from wheat field of Golestan province. Thus, the following study was conducted with the objective of rapid detection of resistance to the mentioned herbicide in this weed using the rapid test.
Materials and Methods
The experiments were conducted using the seeds of 30 putatively resistant rigid ryegrass accessions and a susceptible biotype gathered from wheat field of Golestan province in 2019. Rapid test in petri dishes was conducted as a completely randomized design with three replications, with each petri dish as one replicate. To determine the discriminating concentration, various concentrations of clodinafop propargyl was applied on the susceptible accession and then, all putative accessions were screened using this concentrations. The biotypes of the studied weed were exposed to various doses of the herbicide in the petri dish bioassay to determine the resistance factor. Also, another experiment based on a completely randomized design with three replications was conducted for screening of putative accessions in the greenhouse. Accessions which maintained their survival and dry weight respectively 50 and 80 percent compared to the unsprayed control were selected. A whole plant dose-response bioassay was also done separately for each biotype. Checking the distribution map of resistant biotypes indicated that these biotypes were not uniform in the wheat fields of Golestan province. During sampling, geographical coordinates of infected areas were recorded using GPS Map60 device and weed distribution map was prepared using ArcGIS software.
Results
Discriminating concentration of clodinafop propargyl for rigid ryegrass was obtained 0.0196 mg ai. L-1. According to the results, 25 out of 30 accessions were detected as resistant and underwent the concentration- response assay in petri dishes. Resistant factors of the biotypes in the rapid test ranged from 38.75 to 1756.20. According to the results of the greenhouse, 25 accessions were detected as resistant with resistance factors of 11.58 to 24.05. There was a positive and significant correlation between the results obtained from the rapid test with the greenhouse assay (%93). Investigation of distribution map of resistant biotypes indicated non-even distribution of these biotypes across wheat fields of Golestan province, with resistant and susceptible biotypes often observed in the west and east of the province, respectively.
Conclusion
Putative rigid ryegrass accessions collected from the region may be screened using 0.0196 mg ai. L-1 concentration and resistant biotypes may be detected more rapidly compared to greenhouse assays. Also, the results of the rapid test are in accordance with those of the whole plant assay in pots. Due to the swift development phenomenon of herbicide resistance issue, rapid detection of resistance is essential. Thus, using methods such as rapid test may be very feasible.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Distribution map
  • Discrimination concentration
  • Dose-response
  • seed bioassay
  1. Ghorbani, R., MirAlavi, S.V. and Sabet Teimouri, M. 2012. Effect of planting date and crop density of autumn wheat (Triticum aestivum) on density and biomass of weeds. Agroecology. 4: 4. 294-306. (In Persian)
  2. Rosario, J.M., Cruz-Hipolito, H., Smeda, R.J. and De Prado, R. 2011. White mustard (Sinapis alba) resistanceto ALS-inhibiting herbicides and alternative herbicides for control in Spain. Eur J. Agron. 35: 2. 57-62.
  3. Singh, S., Kirkwood, R.C. and Marshall, G. 1999. Biology and control of Phalaris minor (little seed cana rygrass) in wheat (Review Article). Crop Protect. 18: 1. 1-16.
  4. Suzukawa, A.K., Bobadilla, L.K., Mallory-Smith, C. and Brunharo, C.A. 2020. Non-target-site resistance in Lolium Globally: a review. Front Plant Sci. 11: 2. 21-37.‏
  5. Zand, E., Bena Kashani, F., Baghestani, M.A., Meknali, A., Minbashi, M., Soufizadeh, S. and Deihimfard, R. 2007. Investigating the distribiotion of clodinafop propargyl resistant Wild oat (Avena ludoviciana) populationsin south western Iran. Environ Sci. 4: 3. 85-92. (In Persian)
  6. Forouzesh, A., Zand, E., Soufizadeh, S. and Samadi Foroushani, S. 2015. Classification of herbicides according to chemical family for weed resistance management strategies–an update. Weed Res. 55:4. 334-358.‏
  7. Collavo, A., Panozzo, S., Lucchesi, G., Scarabel, L. and Sattin, M. 2011. Characterisation and management of Phalaris paradoxa resistant to ACCaseinhibitors. Crop Protect. 30: 3. 293-299.
  8. Delye, C., Jasieniuk, M. and Valerie, C.L. 2013. Deciphering the evolution of herbicide resistance in weeds. Trend Genet. 29: 11. 649-658.
  9. Heap, I. 2021. The international survey of Herbicide resistant weeds. http:// www. Weed science .com (3 December 2021(.
  10. Gherekhloo, J., Oveisi, M., Zand, E. and De Prado, R. 2016. A review of herbicide resistance in Iran. Weed Sci. 64: 4. 551-561.
  11. Topuz, M., Nemli, Y., Fatima, T. and Mattoo, A.K. 2015. Seed dormancy is modulated in recently evolved chlorsulfuron-resistant Turkish biotypes of wild mustard (Sinapis arvensis). Front Chem. 3: 2. 46-52.
  12. Zand, E., Baghestani, M.A., Bena Kashani, F. and Dastaran, F. 2010. Investigating efficiency of some herbicides in control of resistant and susceptible wild oat (Avena ludoviciana Durieu) biotypes to acetyl -CoA carboxylase. J. Plant Protect. 24: 3. 242-251. (In Persian)
  13. Gherekhloo, J., Rashed Mohassel, M.H., Nassiri Mahalati, M., Zand, , Ghanbari, A., Osuna, M.D. and De Prado., R.  2008. Seed bioassay and ACCase enzyme assay to study the resistance of Phalaris minor to aryloxyphenoxypropionate (APP) inhibitors. Environ. 6: 1. 43-52. (In Persian)
  14. Aghajani, Z., Zand. E., Baghestani, M.A. and Mirhadi, M.J. 2009. Resistance of wild oat (Avena ludoviciana annual bastardcabbage (Rapistrum rugosum) resistance to tribenuron-methyl in Agh Ghala. J. Plant Protect. 29: 2.199-205.(In Persian)
  15. Elahifard, E., Rashed Mohassel, M.H., Zand, E. and Nassiri Mahallati, M. 2008. The investigation of the Dur accessions to ACCase inhibitor herbicides in Gonbad-E Kavus wheat fields and mapping their distribution. Plant Prod. 41: 2. 103-116 .(In Persian)
  16. Gherekhloo, J., Rashed Mohassel, M.H., Nassiri Mahalati, M.,  Zand, E.,  Ghanbari, A.,  Osuna, M.D. and DePrado, R. 2011. Confirmed resistance to aryloxyphenoxypropionate herbicides in Phalaris minor populations in Iran. Weed Biol and manage. 11: 1. 29-37.
  17. Najari Kalantari, N. 2013. Identification of resistant weeds to ACCase and ALS inhibitors wheat of Aq Qala and preparing their distribution map. MSc thesis, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources.
  18. Beckie, H.J., Heap, I.M., Smeda, R.J. and Hall, L. 2000. Screening for herbicide resistance in weeds (Review.). Weed Technol. 14: 2. 428-445.
  19. Burgos, N.R. 2015. Whole-plant and seed bioassays for resistance confirmation. Weed Sci. 63: 1. 152-165.
  20. Ritz, C. and Streibig, J.C. 2005. Bioassay analysis using R.J. Stat Soft.12: 1. 1-22.
  21. Sasanfar, H., Zand, E., Baghestani, M.A., Mirhadi, M.J. and Mesgaran, M.B. 2017. Cross-resistance patterns ofwinter wild oat (Avena ludoviciana) populations to ACCase inhibitor herbicides. Phytoparasitica. 45: 3. 419-428. (In Persian)
  22. Yang, C.H. Dong, L.Y., Li, J. and Moss, S.R. 2007. Identification of Japanese foxtail (Alopecurus japonicus) resistant to haloxyfop using three different assay techniques. Weed Sci. 55: 6. 537-540.
  23. Wrzesinska, B., Kierzek, R. and Obrepalska-steplowska, A. 2016. Evaluation of six commonly used reference genes for gene expression studies in herbicide resistant Avena fatua Weed Res. 56: 4. 1. 284-292.
  24. Kalami, R. 2014. Identification of resistant weeds to ACCasa and ALS inhibitors herbicides in wheat fields of Kordkuy. MSc thesis, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources.
  25. Derakhshan, A., Najari Kalantari N., Gherekhloo, J. and Kamkar B. 2015. Wild mustard (Sinapis arvensis) and annual bastardcabbage (Rapistrum rugosum) resistance to tribenuron-methyl in Agh Ghala. J. Plant Protect. 29: 2. 199-205. (In Persian)
  26. Devine, M.D. 1997. Mechanism of resistance to acetyl- CoA Carboxylase inhibitors. Pest Sci. 51: 3. 259-264.
  27. Scursoni, J.A., Gigon, R., Martin, A.N., Vigna, M., Leguizamon, E.S., Istilart, C. and Lopez, R. 2014. Changesin weed communities of spring wheat crops of Buenos Aires province of Argentina. Weed Sci. 62: 1. 51-62.