بررسی جوانه ‏زنی و فعالیت آنتی‏اکسیدانت‏های آنزیمی و غیرآنزیمی کلیدی دخیل در زوال بذر نخود در طی انبارداری طبیعی و زوال مصنوعی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته دکتری علوم و تکنولوژی بذر، باشگاه پژوهشگران جوان و نخبگان، واحد بروجرد، دانشگاه آزاد اسلامی، بروجرد، ایران

2 هیات علمی داشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان

3 هیات علمی دانشگاه گلستان

4 هیات علمی دانشگاه علوم کشاورزی گرگان

چکیده

شرایط نامناسب محیطی و همچنین شرایط انبارداری بذر می‏تواند زمینه ساز وقوع برخی تنش‏ها از قبیل تنش اکسیداتیو با تولید اکسیژن در بذور و سایر بافت‏های گیاهی گردد. شبکه دفاعی گونه‏های فعال اکسیژن مشتمل بر آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانت، آنتی‏اکسیدانت‏های غیرآنزیمی و آنزیم‏های دخیل در تولید گونه‏های فعال اکسیژن بوده که مسئول نگه‏داری این گونه‏های فعال اکسیژن در حد بسیار اندکی بوده و غیر خسارت‏زا می‏باشند. در گیاهان، آنتی اکسیدانت‏ها غیر آنزیمی از قبیل پرولین و آسکوربیک اسید و همچنین آنتی‏اکسیدانت‏های آنزیمی از قبیل سوپراکسید دیسموتاز، پروکسیداز، کاتالاز، آسکوربات پروکسیداز و گلوتاتیون ردوکتاز به عنوان یک تیم دفاعی در این زمینه شناخته شده‏اند که با همکاری هم سلولهای گیاهی را از خسارت اکسیداتیو محافظت می‏کنند. از این رو، این تحقیق به منظور بررسی اثر زوال مصنوعی و انبارداری طبیعی بر کارکرد سامانه‏‏های آنتی‏اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی بذور نخود اجرا شد.
مواد و روش‏ها: این آزمایش به منظور بررسی اثر زوال مصنوعی و انبارداری طبیعی بر سامانه‏‏های آنتی‏اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی بذور نخود در دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان در سال 1394 انجام شد. آزمایش به صورت طرح کاملا تصادفی با چهار تکرار اجرا گردید. تیمارها شامل انبارداری طبیعی به مدت دو و چهار سال و زوال مصنوعی یک تا پنج روزه از طریق آزمون پیری تسریع شده به همراه تیمار شاهد بودند. برای انجام آزمون تسریع پیری بذرها درون جعبه‏های پلاستیکی و روی توری سیمی قرار گرفته و در شرایط دمای 43 درجه سانتی‏گراد و رطوبت نسبی 100 درصد به مدت یک تا پنج روز قرار گرفتند. برای تیمارهای زوال طبیعی نیز از بذوری که به مدت دو و چهار سال در شرایط طبیعی انبار نگه‏داری شده بودند استفاده گردید. پس از اعمال تیمارها، آزمون جوانه‏زنی انجام و فعالیت آنتی‏کسیدانت‏های آنزیمی و غیرآنزیمی اندازه‏گیری شد. آنالیز آماری داده‏ها نیز با نرم‏افزار SAS انجام شد.
یافته‏ها: نتایج نشان داد در شرایط زوال مصنوعی با افزایش تعداد روزهای زوال درصد جوانه‏زنی بذور کاهش و پراکسیداسیون لیپید و همچنین تولید پراکسید هیدروژن و هدایت الکتریکی افزایش یافت. درصد جوانه‏زنی در زوال تسریع شده نسبت به انبارداری طبیعی کاهش بیشتری داشت. در شدت‏های پایین زوال مصنوعی تا سه روز تجمع پرولین بیشتر از نمونه‏های مربوط به تیمار انبارداری طبیعی بود ولی میزان تجمع آن در انبارداری طبیعی بیشتر از تیمارهای زوال مصنوعی 4 و 5 روز زوال بود. تولید پرولین در تیمار انبارداری طبیعی با افزایش مدت زمان انبارداری افزایش یافته ولی تولید آسکوربیک اسید در این تیمار کاهش یافت. زوال سبب تغییر در کارکرد آنزیم‏های کاتالاز، پراکسیداز، آسکوربات پروکسیداز، سوپراکسیدیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز شد. با افزایش شدت زوال مصنوعی تا سه روز فعالیت آنزیم‏های کاتالاز، سوپراکسیدیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز افزایش یافت. فعالیت آنزیم پروکسیداز و آسکوربات پروکسیداز نیز در زوال‏های کمتر افزایش یافت ولی با ادامه شدت زوال میزان فعالیت آنها کاهش یافت. در تیمارهای انبارداری طبیعی با افزایش مدت زمان انبارداری از میزان فعالیت این آنزیم‏ها کاسته شد.
نتیجه‏گیری: با مقایسه زوال مصنوعی و انبارداری طبیعی نتایج نشان داد که شدت‏های کمتر زوال مصنوعی نسبت به انبارداری طبیعی خسارت کمتری را به سامانه آنتی‏اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی وارد می‏کند ولی با افزایش شدت زوال مصنوعی تا 5 روز تجمع گونه‏های فعال اکسیژن بر این سامانه‏‏ها غلبه نموده و قادر به پالایش آنها نبوده و خسارت به بذور در این تیمارها بیشتر از تیمارهای انبارداری طبیعی بود. در شرایط انبارداری طبیعی آنزیم‏های سوپراکسید دیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز نسبت به شرایط زوال مصنوعی 4 و 5 روز فعالیت بیشتری داشته و نقش مهمتری نسبت به سه آنزیم دیگر در سمیت‏زدایی گونه‏های فعال اکسیژن و تخفیف زوال بذور دارند. در زوال مصنوعی 4 و 5 روز فعالیت آنزیم‏های کاتالاز و پراکسیداز نسبت به انبارداری طبیعی بیشتر بوده و نقش آنها در این زمینه پررنگ‏تر می‏شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Study on germination and key enzymatic and non-enzymatic antioxidants involved in chickpea seed ageing during natural storage and accelerate ageing

نویسنده [English]

  • morad shaban 1
1
2
3
4
چکیده [English]

Background and objective: Unfavorable environmental conditions and seed storage can cause some stresses such as oxidative stress in seeds and other plant tissues by reactive oxygen species production. ROS defense network, composed of antioxidant enzymes, antioxidants and ROS-producing enzymes, is responsible for maintaining ROS levels under non-toxic tight control. In plant cells, non enzymatic antioxidant as proline and ascorbic acid and antioxidant enzymes, such as superoxide dismutase, peroxidase, catalase, ascorbat peroxidase and glutathione reductase are considered to form a defensive team, whose combined purpose is to protect cells from oxidative damage. So this experiment laid out to study on effect of accelerate and natural ageing on enzymatic and non enzymatic antioxidant systems in chickpea seeds.
Material and methods: The study was laid out in order to evaluate the effects of artificial ageing and natural storage on enzymatic and non enzymatic antioxidant systems in chickpea seeds in Gorgan University of Agricultural Science and Natural Resources at 2015. The experiment was conducted in completely randomized design with four replications. Treatments were 2 and 4 year natural storage as long term storage and 1-5 day artificial aging with control. For accelerated aging the seeds were placed in polyethylene dishes, on metal sieve into water bath at 43°C, and relative humidity of 100% for 1-5 days. For natural aging seeds was stored for two and four years at natural condition. After treatments, germination and, enzymatic and non enzymatic antioxidant activities measured. Statistical analysis was performed by SAS software.
Results: Results showed that, in accelerated ageing condition, with increasing of ageing days, germination percentage, lipid peroxidation, hydrogen peroxide production and electrolyte leakage increased. Germination percentage in accelerate ageing was lower than natural storage. In lower levels of accelerate ageing until 3 days proline accumulation was higher than natural storage but, in natural storage was higher than 4 and 5 days of accelerate ageing. With increasing of natural storage period proline production increased but ascorbic acid decreased. Ageing changed activity of catalase, peroxidase, ascorbat peroxidase, superoxide dismutase and glutathione reductase enzymes. With increasing of accelerate ageing levels until 3 days catalase, superoxide dismutase and glutathione reductase activity increased. In lower ageing levels peroxidase and ascorbat peroxidase activity increased but in high ageing levels their activity decreased. In natural storage treatments with increasing of storage period catalase activity decreased.
Conclusion: Accelerate and natural ageing comparison showed that lower accelerate ageing levels had damaging on enzymatic and non enzymatic antioxidant systems less than natural storage treatments but in 5 days treatment reactive oxygen species accumulation over come on these systems and do not can to remove them and had more losses than natural storage treatments. In natural storage condition superoxide dismutase and glutathione reductase had more activity than 4 and 5 days accelerate aging and had more efficient than others in removing of reactive oxygen species and slowing of seed ageing. In 4 and 5 days accelerated ageing treatments catalase and peroxidase activity was more than natural storage and had a bold role in this matter.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Storage
  • germination
  • reactive oxygen species and lipid peroxidation
Akhter, F.N., Kabir, G., Mannan, M.A., and Shaheen, N.N. 1992. Aging effect of wheat and
barley seeds upon germination mitotic index and chromosomal damage. J. Islamic Acad.
Sci., 5: 44-48.
2. Alscher, R.G. 1989. Biosynthesis and antioxidant function of glutathione in plants. Plant
physiol., 77: 457-464.
3. Bailly, C. 2004. Active oxygen species and antioxidants in seed biology. Seed Sci. Res., 14:
93-107.
4. Bailly, C., Benamar, A., Corbineau, F., and Come, D. 1996. Changes in malondialdehyde
content and in superoxide dismutase, catalase and glutathione reductase activities in
sunflower seeds as related to deterioration during accelerated aging. Physiol. Planta., 97:
104–110.
5. Bates, L.S., Walden, R.P., and Teave, I.D. 1973. Rapid determination of free proline for
water stress studies. Plant. Soil., 39: 205-207.
6. Cakmak, T., Atici, O., Agar, G., and Sunar, S. 2010. Natural aging-related biochemical
changes in alfalfa (Medicago Sativa L.) seeds stored for 42 years. Int. Res. J. Plant Sci., 1(1):
1-6.
7. Chance, B., and Maehly, A.C. 1955. Assay of catalase and peroxidases. Methods
Enzymol., 2: 764-775.
8. Chiu, K.Y., Wang, C.S., and Sung, J.M. 1995. Lipid peroxidation and peroxide scavenging
enzymes associated with accelerated aging and hydration of watermelon seeds differing in
ploidy. Physiol. Plant., 94: 441–446.
9. Du, Z., and Bramlage, W.J. 1992. Modified thiobarbituric acid assay for measuring lipid
oxidation in sugar-rich plant tissue extracts. J. Agric. Food Chem., 40: 1566-1570.
10. Fessel, S.A., Vieira, R.D., Cruz, M.C.P., Paula, R.C., and Panobianco, M. 2006. Electrical
conductivity testing of corn seeds as influenced by temperature and period of storage.
Pesqui. Agropecu. Brasil., 41: 1551–1559.
11. Ghaderi-far, F., Soltani, A., and Sadeghipour, H.R. 2014a. Biochemical changes in pumpkin
seeds during ageing: lipid peroxidation and membrane damages. J. Plant Biol., 6(20): 69-
112. (In persion)
12. Ghaderi-far, F., Soltani, A., and Sadeghipour, H.R. 2014b. Changes in soluble carbohydrates
and reactive oxygen species scavenger enzymes activity in pumpkin seeds during storage in
different temperatures and seed humilities. J. Plant Produc., 7(1): 157-179. (In persion)
13. Ghiazdowska, A., Krasuska, U., and Bogatek, R. 2010. Dormancy removal in apple embryos
by nitric oxide or cyanide involves modifications in ethylene biosynthetic pathway. Plant.
232: 1397-1407.
14. Gill, S.S., and Tuteja, N. 2010. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in
abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol. Biochem., 48: 909-930.
15. Goel, A. and Sheoran, I.S. 2003. Lipid peroxidation and peroxide-scavenging enzymes in
cotton seeds under natural ageing. Biologia Planta., 46: 429–434.
16. Goel, A., Coel, A.K., and Sheoran, I.S. 2003. Changes in oxidative stress enzymes during
artificial ageing in cotton (Gossypium hirsutum L.) seeds. J. Plant Physiol., 160: 1093-1100.
17. Govender, V., Aveling, T.A.S., and Kritzinger, Q. 2008. The effect of traditional storage
methods on germination and vigor of maize (Zea mays L.) from northern KwaZulu-Natal
and southern Mozambique. Sout. Afric. J. Bot., 74: 190–196.
18. Hampton, J.G., and Tekrony, D.M. 1995. Handbook of Vigor Test Methods. The
International Seed Testing Association, Zurich, 117p.
19. Heath, R.L., and Packer, L. 1968. Photoperoxidation in isolated chloroplast: kinetics and
stoichiometry of fatty acid peroxidation. Biochem. Biophys., 12: 189-198.
20. Hoekstra, F.A., Golovina, E.A., and Buitink, J. 2001. Mechanisms of plant desiccation
tolerance. Trends in Plant Sci., 6: 431–438.
21. Hu, D., Ma, G., Wang, Q., Yao, J.H., Wang, Y., and Pritchard, H. 2012. Spatial and temporal
nature of reactive oxygen species production and programmed cell death in elm (Ulmus
pumila L.) seeds during controlled deterioration. Plant Cell. Envi., 35: 2045–2059.
22. ISTA. 2012. International Rules for Seed Testing, Bassersdorf: International Seed Testing
Association.
23. Kalpana, R., and Madhava-Rao, K.V. 1996. Lipid changes during accelerated ageing of
seeds of pigeonpea (Cajanus cajan L.) Millsp cultivars. Seed Sci. Technol., 24: 475-483.
24. Kibinza, S., Vinel, D., Côme, D., Bailly, C., and Corbineau, F. 2006. Sunflower seed
deterioration as related to moisture content during ageing, energy metabolism and active
oxygen species scavenging. Physiol. Planta., 128: 496–506.
25. Kishor, P.B.K. and Dange, V. 1990. Sucrose metabolism in callus-cultures of cotton during
growth. Indian J. Exp. Bot., 28: 352–355.
26. Kong, L., Huo, H., and Moa, P. 2015. Antioxidant response and related gene expression in
aged oat seed. Frontiers. Plant Sci., 6: 1-9.
27. Kong, Q., Mao, P.S., Yu, X.D., and Xia, F.S. 2014. Physiological changes in oat seeds aged
at different moisture contents. Seed Sci. Technol., 42: 190–201.
28. Lehner, A., Mamadou, N., Poels, P., Come, D., Bailly, C., and Corbineau, F. 2008. Change
in soluble carbohydrates, lipid peroxidation and antioxidant enzyme activityes in the embryo
during aging in wheat grains. J. Cereal Sci., 47(3): 555-565.
29. McDonald, M.B. 1999. Seed deterioration: physiology, repair, and assessment. Seed Sci.
Technol., 27: 177-237.
30. Minami, M., and Yoshikawa, H. 1979. A simplified assay method of superoxide dismutase
activity for clinical use. Clin. Chim. Acta., 92: 337–342.
31. Mira, S., Estrelles, E., and González-Benito, M.E. 2015. Effect of water content and
temperature on seed longevity of seven Brassicaceae species after 5 years of storage. Plant
Biol., 17: 153–162.
32. Moller, I.M., Jensen, P.E., and Hansson, A. 2007. Oxidative modifications to cellular
components in plants. Ann. Rev. Plant Biol., 58: 459–481.
33. Morrison, D.A., Auld, T.D., Rish, S., Porter, C., and McClay, K. 1992. Patterns of testaimposed
seed dormancy in native Australian legumes. Ann. Botany., 70: 157-163.
34. Murthy, U.M.N., Kumar, P.P., and Sun, W.Q. 2003. Mechanisms of seed ageing under
different storage conditions for Vigna radiate (L.)Wilczek: lipid peroxidation, sugar
hydrolysis, Maillard reactions and their relationship to glass state transition. J. Exp. Bot., 54:
1057-1067.
35. Nakano, Y., and Asada, K. 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific
peroxidase in spinach chloroplast. Plant Cell Physiol., 22: 867-880.
36. Narayana, U.M., and Wendell, Q.S. 2000. Protein modification by amadori and maillard
reactions during seed storage: roles of sugar hydrolysis and lipid peroxidation. J. Exp. Bot.,
348: 1221-1228.
37. Nkang, A., and Umoh, E.O. 1997. Six month storability of five soybean cultivars as
influenced by stage of harvest, storage temperature and relative humidity. Seed Sci.
Technol., 25: 93-99.
38. Oliveira, J.T.A., Andrade, N.C., Martins-Miranda, A.S., Soares, A.A., Gondim, D.M.F., and
Araujo, J.H. 2012. Differential expression of antioxidant enzymes and PR-proteins in
compatible and incompatible interactions of cowpea (Vigna unguiculata) and the root-knot
nematode Meloidogyne incognita. Plant Physiol. Biochem., 51: 145–152.
39. Poori, K., Akbari, F., and Ghaderi-far, F. 2013. Response of cotton aged seeds to salinity in
germination and seedling growth stages. J. Plant Produc., 2(19): 53-97. (In persion)
40. Priestley, D.A. 1986. Seed ageing. Cornell University Press, Ithava, New York.
41. Qaderi, M.M., Cavers, P.B., and Bernards, M.A. 2003. Pre- and post-dispersal factors
regulate germination patterns and structural characteristics of Scotch thistle (Onopordum
acanthium) cypselas. New Phytol., 159: 263–278.
42. Roozrokh, M., and Ghasemigolezani, K. 1999. Effect of seed ageing on emergence, yield
and yield components in tow chickpea cultivars under complete and limited irrigation. M.Sc.
thesis in agronomy. Tabriz University. Tabriz, Iran. (In persion)
43. Sgherri, C.L.M., Liggini, B., Puliga, S., and Navari-Izzo, F. 1994. Antioxidant system in
Sporoblus stapfianus. Changes in response to desiccation and rehydration, Phytochem. 35:
61-565.
44. Soltani, A., Gholipoor, M., and Zeinali, E. 2006. Seed reserve utilization and seedling
growth of wheat as affected by drought and salinity. Env. Exp. Bot., 55: 195-200.
45. Spanò, C., Castiglione, M.R., Bottega, S., and Grilli, I. 2004. Natural ageing of wheat seeds.
Current Top. Plant Biol., 5: 89–94.
46. Sun, W.Q., and Leopold, A.C. 1994. Glassy state and seed storage stability: A viability
equation analysis. Ann. Bot., 74: 601-604.
47. Sung, J.M., and Chiu, C.C. 1995. Lipid peroxidation and peroxide-scavenging enzymes of
naturally aged soybean seed. Plant Sci., 110: 45-52.
48. Tahmasebi, B., Ghaderi-far, F., Sadeghipour, H.R., and Galeshi, S. 2015. Effect of accelerate
germination traits, lipids and lipid hydroperoxide in sunflower seeds. J. Plant Proc. Func.,
4(12): 73-83. (In persion)
49. Taniguchi, N., Kinoshita, N., Arai, K., Iizuka, S., Usui, M., and Naito, T. 1989. Inactivation
of erythrocyte Cu-Zn-superoxide dismutase through non-enzymatic glycosylation. Prog.
Clinic. Boil. Res., 304: 277-290
50. Tavakolafshari, R., Ghasem, F., Majnoonhosseini, N., Alizadeh, H., and Bihamta, M.R.
2008. Effect of seed ageing on germination traits and catalase and peroxidase antioxidant
activity in barley genotypes. J. Iranian Agric. Sci., 37(2): 337-346. (In persion)
51. Tina, X., Song, S., and Lei, Y. 2008. Cell death and reactive oxygen species metabolism
during accelerated ageing of soybean axes. Russ. J. Plant Physiol., 55: 33-40.
52. Wojtyla, Ł., Garnczarska, M., Zalewski, T., Bednarski, W., Ratajczak, L., and Jurga, S.
2006. A comparative study of water distribution, free radical production and activation of
antioxidative metabolism in germinating pea seeds. J.Plant Physiol., 163: 1207–1220.
53. Zamani, A., Sadatnoori, S.A., Tavakolafshari, R., Irannejad, H., Akbari. Gh.A., and
Tavakoli, A. 2011. Atudy on lipid peroxidation and activity of some antioxidant enzymes in
safflower seeds under accelerated and natural ageing. Iranian J. Crop Sci., 41(3): 545-555.
(In persion)
54. Zhang, M., Zhuo, J.J., Wang, X., Wu, S., and Wang, X.F. 2010. Optimizing seed water
content: relevance to storage stability and molecular mobility. J. Integ. Plant Boil., 52: 324–
33.